Ricerca: Crosstalk between PLK1 and NOTCH1 in the regulation of DNA damage-induced cell cycle arrest and survival in cancer cells
SEDE DI LAVORO: Dottoranda presso il Dipartimento di Medicina Molecolare- Laboratorio di Patologia Molecolare- Viale Regina Elena, 291 edificio B, IV Piano. Sapienza Università di Roma.
Supervisor: Prof. Claudio Talora
PRECEDENTI ESPERIENZE DI RICERCA:
Tirocinio presso laboratorio di Biotecnologie Microbiche, Dipartimento di Biologia e Biotecnologie “Charles Darwin”, Sapienza Università di Roma.
Tutor: Prof.ssa Daniela Uccelletti (10/2023 - 10/2024).
Studio di ricerca: Valutazione di eventuali effetti positivi degli estratti vegetali sull’organismo modello Caenorhabditis elegans.
Borsa di collaborazione presso Laboratorio Chimico, Sapienza Università di Roma (10/2023 - 01/2024).
Borsa di collaborazione presso Laboratorio Biochimico, Sapienza Università di Roma (04/2024 - 10/2024).
FORMAZIONE:
Laurea magistrale in Biotecnologie e Genomica per l’industria e l’ambiente (classe LM-8)
Sapienza, Università di Roma [ 10/2022 - 10/2024 ]
Campi di studio: Biotecnologie Microbiche
Voto finale: 110/ 110 e Lode
Tesi Sperimentale: Estratti vegetali come risorsa biotecnologica: effetti della filiera del pomodoro sull’organismo modello Caenorhabditis elegans.
Tutor: Prof.ssa Daniela Uccelletti
Laurea Triennale in Biotecnologie [L-270 - Ordin. 2019] (classe L-2).
Sapienza, Università di Roma [ 10/2019 - 10/2022 ]
Campi di studio: Microbiologia, Biologia Molecolare
Voto finale: 107/110
Tesi Sperimentale: Selezione di ceppi di Staphylococcus epidermidis in grado di inibire o disgregare il biofilm prodotto da S. aureus.
Tutor: Prof.ssa Maria Pia Conte
Diploma di Maturità scientifica
Liceo scientifico “Leonardo Da Vinci” Sora (FR) [ 09/2014 - 06/2019 ]
Voto finale: 90/100
PARTECIPAZIONI:
02/12/2024-04/12/2024: CONGRESSO: 36° AICC International Meeting 2024
Hijacking the good pathways: cancer, immunity and therapeutic approaches.
University of Rome La Sapienza.
COMPETENZE:
Tecniche di Biologia Molecolare: estrazione di DNA e RNA. Estrazione di proteine da cellule, purificazione, quantificazione e analisi Western Blot. Separazione di acidi nucleici su gel d'agarosio, PCR (Polymerase Chain Reaction), RT-PCR (Retro Transcriptase-Polymerase Chain Reaction), Real-Time RT-PCR. Preparazione di soluzioni.
Tecniche di Biologia Cellulare: Tecniche di Base, tra cui preparazione di terreni di coltura, espansione di linee cellulari, congelamento e scongelamento, trattamenti farmacologici in vitro, applicazione di tecniche di silenziamento genico. Trasformazione e crescita batterica, purificazione plasmidica e trasfezione in linee cellulari. Conoscere e saper lavorare con il sistema modello C. elegans.
Attrezzature: Utilizzo di centrifughe, autoclave, spettrofotometro, bilancia analitica, termociclatore, Ph-Metro, stereomicroscopio, microscopio ottico, estrattore Soxlhet, Real-Time PCR system, apparecchiature per Western Blotting, cappe chimiche e biologiche ed attrezzature per biologia cellulare. Competenze statistiche con SPSS e ANOVA. Competenze bioinformatiche (Pymol). Analisi di citometria a flusso (Flow Citometry). Conoscenza di software applicativi quali Microsoft e pacchetto Office.